Ligation sequencing DNA V14 - automated Tecan DreamPrep NGS (SQK-LSK114-XL)
- Home
- Documentation
- Ligation sequencing DNA V14 - automated Tecan DreamPrep NGS (SQK-LSK114-XL)
PromethION: Protocol
Ligation sequencing DNA V14 - automated Tecan DreamPrep NGS (SQK-LSK114-XL) V DTD_9181_v114_revK_22Feb2023
- This protocol uses genomic DNA
- Hands-on setup time ~30 minutes
- Automated run time ~2 hours 40 minutes
- Throughput: Process 8–96 samples for singleplex library loading
- Compatible with R10.4.1 Flow Cells
For Research Use Only
FOR RESEARCH USE ONLY
Contents
Introduction to the protocol
Automated library preparation
- 4. Library preparation
- 5. PromethIONフローセルのプライミングとローディング
- 6. Unloading the Tecan DreamPrep NGS worktable
シークエンスとデータ解析
Troubleshooting
Disclaimers
概要
- This protocol uses genomic DNA
- Hands-on setup time ~30 minutes
- Automated run time ~2 hours 40 minutes
- Throughput: Process 8–96 samples for singleplex library loading
- Compatible with R10.4.1 Flow Cells
For Research Use Only
1. Overview of the protocol
重要
This protocol describes the automated workflow using the Ligation Sequencing Kit XL (SQK-LSK114-XL).
All images and information reflect the use of the use of SQK-LSK114-XL.
For more information on compatibilities and performing an automated library preparation with previous iterations of the Ligation Sequencing Kit, please contact us on our website by following the link.
Ligation Sequencing Kit XL V14 features
This kit is recommended for users who:
- Would like to process multiple samples simultaneously, either with a multichannel pipette or a liquid-handling robot
- Would like to achieve raw read sequencing modal accuracy of Q20+ (99%) or above
- Require control over read length
- Would like to utilise upstream processes such as size selection, whole genome amplification, or enrichment for long reads
重要
Optional fragmentation and size selection
By default, the protocol contains no DNA fragmentation step, however in some cases it may be advantageous to fragment your sample. For example, when working with lower amounts of input gDNA (100 ng – 500 ng), fragmentation will increase the number of DNA molecules and therefore increase throughput. Instructions are available in the DNA Fragmentation section of Extraction methods.
Additionally, we offer several options for size-selecting your DNA sample to enrich for long fragments - instructions are available in the Size Selection section of Extraction methods.
重要
Kit 14 sequencing and duplex basecalling info sheet
The Kit 14 chemistry is a new development from Oxford Nanopore Technologies with improved duplex basecalling, which requires a different set of tools. For more information, please see the Kit 14 sequencing and duplex basecalling info sheet. We strongly recommend that you read it before proceeding with Kit 14 chemistry sequencing experiments and basecalling duplex data.
Introduction to the automated Ligation Sequencing protocol for DNA
This protocol describes how to carry out sequencing of a DNA sample using the Ligation Sequencing Kit XL (SQK-LSK114-XL).
We have developed this automated protocol on the Tecan® DreamPrep® NGS liquid handling robot. This library preparation protocol is fully automated, except for the sample quantification steps and loading of the system.
Please note that this method is intended for research use only.
It is highly recommended that a Lambda control experiment is completed first to become familiar with the technology.
To efficiently load multiple PromethION Flow Cells, we recommend using the Loading multiple PromethION Flow Cells protocol as a guideline.
Steps in the sequencing workflow:
#### Prepare for your experiment You will need to:
Before starting - Manual steps:
- Extract your DNA and check its length, quantity and purity. The quality checks performed during the protocol are essential in ensuring experimental success.
- Ensure you have your sequencing kit, the correct equipment, primed liquid-handling robot and third-party reagents
- Download the software for acquiring and analysing your data
- Check your flow cells to ensure they have enough pores for a good sequencing run
Prepare your library
You will need to:
Automated steps:
- Repair the DNA and prepare the DNA ends for adapter attachment
- Attach sequencing adapters supplied in the kit to the DNA ends
__Manual steps:__ - Quantify your DNA library as a quality control
- Prime the flow cell and load your DNA library into the flow cell
Overview of library preparation workflow:
Note: Timings are dependent on number of samples and include hands on time, such as deck loading and sample quantification
Sequencing and analysis
You will need to:
- Start a sequencing run using the MinKNOW software which will collect raw data from the device and convert it into basecalled reads
Timings
Note: Timings are approximate and subject to change with updates.
Process | X8 samples | X24 samples | X48 samples | X96 samples | Hands-on time |
---|---|---|---|---|---|
Deck set-up and master mix preparation | ~30 minutes | ||||
Automated DNA repair, end-prep and clean-up | 1 hour | 1 hour | 1 hour 5 minutes | 1 hour 10 minutes | |
Automated adapter ligation and clean-up | 1 hour 30 minutes | 1 hour 30 minutes | 1 hour 35 minutes | 1 hour 35 minutes | |
Quantification | ~10 minutes | ||||
Total | 2 hours 30 minutes | 2 hours 30 minutes | 2 hours 40 minutes | 2 hours 45 minutes | ~40 minutes |
Sequencing run set-up and flow cell loading timings are variable depending on the number of samples and user experience.
重要
Compatibility of this protocol
This protocol should only be used in combination with:
- Ligation Sequencing Kit XL V14 (SQK-LSK114-XL)
- R10.4.1 flow cells (FLO-PRO114M)
- Flow Cell Wash Kit XL (EXP-WSH004-XL)
2. Equipment and consumables
材料
- 1 µ g(または100 ~ 200 fmol)高分子ゲノムDNA
- または、DNA断片化を行う場合は100 ng以上の高分子ゲノムDNA
- Ligation Sequencing Kit XL V14 (SQK-LSK114-XL)
消耗品
- NEBNext® Companion Module for Oxford Nanopore Technologies® Ligation Sequencing (NEB, E7180S or E7180L). Alternatively, you can use the NEBNext® products below:
- NEBNext FFPE Repair Mix (NEB, M6630)
- NEBNext Ultra II End repair/dA-tailing Module (NEB, E7546)
- NEBNext Quick Ligation Module (NEB, E6056)
- Agencourt AMPure XP Beads (Beckman Coulter™, A63881)
- Nuclease-free water (e.g. ThermoFisher, AM9937)
- nuclease-free waterで調整した 80% エタノール溶液
- Hard-Shell® 96-Well PCR Plates, low profile, thin wall, skirted, red/clear (Bio-Rad™, cat # HSP9611)
- Thermo Scientific™ Abgene™ 96 Well 1.2 ml Polypropylene Deepwell Storage Plate (Thermo Scientific, cat # AB1127)
- 1000 µl Disposable Conductive Tips - Liquid Handling Flexible Channel Arm - Filtered, Pure, ANSI/SLAS-format box (same as SBS) (Tecan , cat# 30057817)
- 200 ul Disposable Conductive Tips - Liquid Handling Flexible Channel Arm - Filtered, Pure, ANSI/SLAS-format box (same as SBS) (Tecan , cat# 30057815)
- 50 ul Disposable Conductive Tips - Liquid Handling Flexible Channel Arm - Filtered, Pure, ANSI/SLAS-format box (same as SBS) (Tecan , cat# 30057813)
- Small SBS Box to place conductive tips & refill, compatible with 10uL, 50uL, 200uL tips (Tecan , cat# 30058506)
- Big SBS Box to place conductive tips & refill, compatible with 1000uL tips (Tecan , cat# 30058507)
- 150 µl Disposable Tips - MultiChannel Arm™ 384/96 - Filtered, Sterile, Single Stack (Tecan, cat # 30038618)
- 50 µl Disposable Tips - MultiChannel Arm 384/96 - Filtered, Sterile, Single Stack (Tecan, cat # 30038608)
- 100 ml disposable trough (Tecan, cat # 10613049)
- 25 ml disposable trough (Tecan, cat # 30055743)
- Arched Auto-Sealing Lids with Wide Tabs for PCR Plates (Bio-Rad™, cat # MSL2032 or equivalent)
- Sarstedt Inc Screw Cap Micro tube 2 ml, sterile (Sarstedt™, cat # 72.694.321)
- 1.5 ml Eppendorf DNA LoBind tubes
- 2 ml Eppendorf DNA LoBind tubes
- 5 ml Eppendorf DNA LoBind tubes
- Qubit™ Assay Tubes (Invitrogen, Q32856)
- Qubit dsDNA HS Assay Kit (Invitrogen, Q32851)
- Low-lint scientific wipes (e.g. Kimberly-Clark™, cat # 7552 or equivalent)
- Double distilled water (ddH2O) (e.g. ThermoFisher, cat # 11983084)
- Freshly prepared ≥80% ethanol in nuclease-free or double distilled water, for cleaning
- ~10% Bleach (or equivalent): Thermo Scientific Alfa Aesar Sodium hypochlorite, 11-15% available chlorine, (e.g. ThermoFisher, cat # 15429019)
装置
- アイスバケツ(氷入り)
- ボルテックスミキサー
- Microplate centrifuge, e.g. Fisherbrand™ Mini Plate Spinner Centrifuge (Fisher Scientific, 11766427)
- Tecan DreamPrep NGS workstation with full configuration
オプション装置
- Agilent Bioanalyzer (or equivalent)
- Qubit fluorometer plate reader (or equivalent for QC check)
DNAサンプルの長さに応じて、サンプル使用量を調整してください
DNAライブラリー断片長 | サンプルDNA量 |
---|---|
非常に短い (<1 kb) | 200 fmol |
短い (1-10 kb) | 100–200 fmol |
長い(>10 kb) | 1 µg |
ライゲーションシークエンスプロトコルのサンプル使用量とフローセルへのロード量の詳細については、our know-how documentをご覧ください。
Input DNA
How to QC your input DNA
It is important to use a plate reader to ensure the input DNA meets the quantity and quality requirements. Using too little or too much DNA, or DNA of poor quality (e.g. highly fragmented or containing RNA or chemical contaminants) can affect your library preparation.
For instructions on how to perform quality control of your DNA sample, please read the Input DNA/RNA QC protocol.
Tecan DreamPrep NGS
This method has been tested and validated using the Tecan DreamPrep NGS including an on deck thermal cycler (ODTC). An option to not use the ODTC is available in the method. This protocol will require installation by a Tecan Filed Application Specialist, please contact your Tecan representative for further details.
Tecan DreamPrep NGS worktable layout
After having the system installed according to specifications, users will need to load the automated workstation before running the protocol.
Please always refer to the latest instructions on how to load the worktable, which are displayed and explained in the touchscreen display (with TouchTools™).
Examples of how to load the system are displayed from steps 11 to 20, which can be found in the library preparation section of the protocol.
Please also find below reference images for the workbench layouts:
Trough mounting sites:
Hotel sites:
NEBNext® Companion Module for Oxford Nanopore Technologies® Ligation Sequencing
For customers new to nanopore sequencing, we recommend buying the NEBNext® Companion Module for Oxford Nanopore Technologies® Ligation Sequencing (catalogue number E7180S or E7180L), which contains all the NEB reagents needed for use with the Ligation Sequencing Kit.
Please note, for our amplicon protocols, NEBNext FFPE DNA Repair Mix and NEBNext FFPE DNA Repair Buffer are not required.
サードパーティー試薬
このプロトコールで使用されているすべてのサードパーティー試薬は、当社が検証し、使用を推奨しているものです。Oxford Nanopore Technologiesでは、それ以外の試薬を用いたテストは行っていません。
すべてのサードパーティ製試薬については、製造元の指示に従って使用の準備をすることをお勧めします。
重要
ライゲーションアダプター(LA)のライゲーション効率を高めるため、NEBNext Quick Ligation Module に付属しているリガーゼバッファーではなく、Ligation Sequencing Kit V14 に付属のライゲーションバッファー(LNB)のご使用を強くお勧めします。
重要
本キットおよびプロトコールに含まれるライゲーションアダプター(LA)は、他のシークエンシングアダプターとの互換性はありません。
Consumables and reagent quantities required:
Consumables | X8 samples | X24 samples | X48 samples | X96 samples |
---|---|---|---|---|
Tecan 1000 µl Flexible Channel Arm filter tips | 49 tips | 50 tips | 51 tips | 53 tips |
Tecan 200 µl Flexible Channel Arm filter tips | 33 tips | 32 tips | 32 tips | 32 tips |
Tecan 50 µl Flexible Channel Arm filter tips | 16 tips | 16 tips | 16 tips | 16 tips |
Tecan 150 µl MultiChannel Arm 384/96 filter tips | 1 box | 3 boxes | 5 boxes | 10 boxes |
Tecan 50 µl MultiChannel Arm 384/96 filter tips | 1 box | 2 boxes | 3 boxes | 5 boxes |
Bio-Rad Hard-Shell® 96-Well PCR Plate | 8 | 8 | 8 | 8 |
Abgene™ 96 Well 1.2mL Polypropylene Deepwell Storage Plate | 1 | 1 | 1 | 1 |
Tecan 25 ml disposable trough | 4 | 4 | 4 | 3 |
Tecan 100 ml disposable trough | 1 | 1 | 1 | 2 |
ODTC plate lid | 1 | 1 | 1 | 1 |
Sarstedt Inc Screw Cap Micro tube 2 ml | 2 | 2 | 3 | 5 |
Reagents/kits | X8 samples | X24 samples | X48 samples | X96 samples |
---|---|---|---|---|
80% ethanol | 10 ml | 16 ml | 24 ml | 42 ml |
Nuclease-free water | 3.5 ml | 4.6 ml | 6.3 ml | 9.5 ml |
AMPure XP Beads | 3 ml | 4.9 ml | 7.8 ml | 13.5 ml |
Ligation Sequencing Kit XL V14 (SQK-LSK114-XL) | 1 kit | 1 kit | 1 kit | 2 kits |
NEBNext Companion Module for Oxford Nanopore Technologies Ligation Sequencing (Cat# E7180L) | 1 kit | 1 kit | 1 kit | 1 kit |
NEBNext Companion Module for Oxford Nanopore Technologies Ligation Sequencing (Cat# E7180S) | - | - | - | 1 kit |
Alternative to the NEBNext Companion Module, individual reagents can be bought as seen below: | - | - | - | - |
NEBNext FFPE DNA Repair Mix (Cat# M6630L) | 1 kit | 1 kit | 1 kit | 2 kits |
NEBNext Ultra II End Repair/dA-Tailing Module (Cat# E7546L) | 1 kit | 1 kit | 1 kits | 2 kits |
NEBNext Quick Ligation Module (Cat# E6056L) | 1 kit | 1 kit | 1 kit | 2 kits |
NEBNext Quick Ligation Module (Cat# E6056S) | - | - | 1 kit | 1 kit |
Note: These are the number of kits required for one run through for the selected number of samples. |
Ligation Sequencing Kit XL V14 (SQK-LSK114-XL) contents
Name | Acronym | Vial colour | Number of vials | Fill volume per vial (µl) |
---|---|---|---|---|
DNA Control Strand | DCS | Yellow | 1 | 100 |
Ligation Adapter | LA | Green | 1 | 320 |
Ligation Buffer | LNB | White | 1 | 1,500 |
Elution Buffer | EB | White cap, black strip label | 1 | 10,000 |
Long Fragment Buffer | LFB | White cap, orange strip label | 2 | 20,000 |
Short Fragment Buffer | SFB | White cap, blue strip label | 2 | 20,000 |
Library Beads | LIB | Pink | 2 | 1,800 |
Library Solution | LIS | White cap, pink label | 2 | 1,800 |
Sequencing Buffer | SB | Red | 3 | 1,700 |
Flow Cell Flush | FCF | Clear | 4 | 15,500 |
Flow Cell Tether | FCT | Purple | 1 | 1,600 |
Note: The DNA Control Sample (DCS) is a 3.6 kb standard amplicon mapping the 3' end of the Lambda genome.
3. Computer requirements and software
PromethION 24/48 IT requirements
The PromethION device contains all the hardware required to control up to 24 (for the P24 model) or 48 (for the P48 model) sequencing experiments and acquire the data. The device is further enhanced with high performance GPU technology for real-time basecalling. Read more in the PromethION IT requirements document.
PromethION 2 Solo IT requirements
The PromethION 2 (P2) Solo is a device which directly connects into a GridION Mk1 or a stand-alone computer that meets the miminum specifications for real-time data streaming and analysis. Up to two PromethION flow cells can be can be run and each is independently addressable, meaning experiments can be run concurrently or individually. For information on the computer IT requirements, please see the PromethION 2 Solo IT requirements document.
Software for nanopore sequencing
MinKNOW
The MinKNOW software controls the nanopore sequencing device, collects sequencing data and basecalls in real time. You will be using MinKNOW for every sequencing experiment to sequence, basecall and demultiplex if your samples were barcoded.
For instructions on how to run the MinKNOW software, please refer to the MinKNOW protocol.
EPI2ME (optional)
The EPI2ME cloud-based platform performs further analysis of basecalled data, for example alignment to the Lambda genome, barcoding, or taxonomic classification. You will use the EPI2ME platform only if you would like further analysis of your data post-basecalling.
For instructions on how to create an EPI2ME account and install the EPI2ME Desktop Agent, please refer to the EPI2ME Platform protocol.
フローセルのチェックをしてください
シークエンシング実験を開始する前に、フローセルのポアの数を確認することを強くお勧めします。このフローセルの確認は、MinION/GridION/PromethIONの場合は代理店への到着から12週間以内に行ってください。またはFlongle Flow Cellの場合は代理店への到着から4週間以内に行う必要があります。Oxford Nanopore Technologiesは、フローセルチェックの実施から2日以内に結果が報告され、推奨される保管方法に従っていた場合に、以下の表に記載されているナノポアの有効数に満たさない場合には、フローセルを交換します。 フローセルのチェックを行うには、Flow Cell Check documentの指示に従ってください。
Flow cell | 保証する最小有効ポア数(以下の数未満のフローセルが交換対象となります) |
---|---|
Flongle Flow Cell | 50 |
MinION/GridION Flow Cell | 800 |
PromethION Flow Cell | 5000 |
4. Library preparation
材料
- 1 µ g(または100 ~ 200 fmol)高分子ゲノムDNA
- Ligation Adapter (LA)
- Ligation Buffer (LNB)
- Long Fragment Buffer (LFB)
- Short Fragment Buffer (SFB)
- Elution Buffer from the Oxford Nanopore kit (EB)
消耗品
- NEBNext® Companion Module for Oxford Nanopore Technologies® Ligation Sequencing (cat # E7180S or E7180L). Alternatively, you can use the NEBNext® products below:
- NEBNext FFPE DNA Repair Mix (NEB, M6630)
- NEBNext® Ultra II End Repair / dA-tailing Module (NEB, E7546)
- NEBNext Quick Ligation Module (NEB, E6056)
- Agencourt AMPure XP Beads (Beckman Coulter™, A63881)
- Nuclease-free water (e.g. ThermoFisher, cat # AM9937)
- ヌクレアーゼフリー水で用事調整した 80% エタノール溶液
- Hard-Shell® 96-Well PCR Plates, low profile, thin wall, skirted, red/clear (Bio-Rad™, cat # HSP9611)
- Thermo Scientific™ Abgene™ 96 Well 1.2 ml Polypropylene Deepwell Storage Plate (Thermo Scientific, cat # AB1127)
- 5 ml Eppendorf DNA LoBind tubes
- 2 ml Eppendorf DNA LoBind tubes
- 1.5 ml Eppendorf DNA LoBind tubes
- 1000 µl Disposable Conductive Tips - Liquid Handling Flexible Channel Arm - Filtered, Pure, ANSI/SLAS-format box (same as SBS) (Tecan , cat# 30057817)
- 200 ul Disposable Conductive Tips - Liquid Handling Flexible Channel Arm - Filtered, Pure, ANSI/SLAS-format box (same as SBS) (Tecan , cat# 30057815)
- 50 ul Disposable Conductive Tips - Liquid Handling Flexible Channel Arm - Filtered, Pure, ANSI/SLAS-format box (same as SBS) (Tecan , cat# 30057813)
- Small SBS Box to place conductive tips & refill, compatible with 10uL, 50uL, 200uL tips (Tecan , cat# 30058506)
- Big SBS Box to place conductive tips & refill, compatible with 1000uL tips (Tecan , cat# 30058507)
- 150 µl Disposable Tips - MultiChannel Arm™ 384/96 - Filtered, Sterile, Single Stack (Tecan, cat # 30038618)
- 50 µl Disposable Tips - MultiChannel Arm 384/96 - Filtered, Sterile, Single Stack (Tecan, cat # 30038608)
- 100 ml disposable trough (Tecan, cat # 10613049)
- 25 ml disposable trough (Tecan, cat # 30055743)
- Sarstedt Inc Screw Cap Micro tube 2 ml, sterile (Sarstedt™, cat # 72.694.321)
装置
- Ice bucket with ice
- P1000 pipette and tips
- P200 pipette and tips
- P100 pipette and tips
- P10 ピペットとチップ
- Microplate centrifuge, e.g. Fisherbrand™ Mini Plate Spinner Centrifuge (Fisher Scientific, 11766427)
- ボルテックスミキサー
オプション装置
- Qubit fluorometer plate reader (or equivalent for QC check)
重要
Optional fragmentation and size selection
By default, the protocol contains no DNA fragmentation step, however in some cases it may be advantageous to fragment your sample. For example, when working with lower amounts of input gDNA (100 ng – 500 ng), fragmentation will increase the number of DNA molecules and therefore increase throughput. Instructions are available in the DNA Fragmentation section of Extraction methods.
Additionally, we offer several options for size-selecting your DNA sample to enrich for long fragments - instructions are available in the Size Selection section of Extraction methods.
Prepare the NEBNext FFPE DNA Repair Mix and NEBNext Ultra II End Repair / dA-tailing Module reagents in accordance with manufacturer’s instructions, and place on ice.
For optimal performance, NEB recommend the following:
Thaw all reagents on ice.
Flick and/or invert the reagent tubes to ensure they are well mixed.
Note: Do not vortex the FFPE DNA Repair Mix or Ultra II End Prep Enzyme Mix.Always spin down tubes before opening for the first time each day.
The Ultra II End Prep Buffer and FFPE DNA Repair Buffer may have a little precipitate. Allow the mixture to come to room temperature and pipette the buffer up and down several times to break up the precipitate, followed by vortexing the tube for 30 seconds to solubilise any precipitate.
Note: It is important the buffers are mixed well by vortexing.The FFPE DNA Repair Buffer may have a yellow tinge and is fine to use if yellow.
Switch on the Tecan DreamPrep NGS robot and open the Fluent Control software on the computer. Follow the recommended specifications to initiate the DreamPrep NGS.
重要
Perform the 'Daily System Care' method to prepare the instrument before the first run of the day.
Users will have access to the 'Main screen' of TouchTools™, which allows interaction with the DreamPrep NGS system. Select 'Method Starter'.
In the 'Method Starter' folder, select the Ligation sequencing program and click 'Ok'.
Click the 'start button' in the middle of the screen to start the run.
During the run set-up on the Tecan DreamPrep NGS, the workstation will perform automated checks and set-up for the ODTC.
During the run set-up, messages will pop-up regarding the ODTC set-up.
Allow these to complete and continue your run set-up as normal.
When you see the 'Welcome to the ONT Ligation Sequencing protocol by Tecan' page, click 'Continue'.
Set the 'User defined variables' and click on 'Next page' to proceed.
Note: Any number of samples between 8-96 can be processed using this protocol.
Set the 'User inputs' and click on 'Next page' to proceed.
- Please note that if removing the sample plate for off-deck storage, user interaction is required approximately 10 minutes after starting the run.
- We recommend room temperature for the majority of users. However, 37°C can be beneficial for recovery of longer DNA strands.
- The MinION option is valid for both the MinION and GridION device.
オプショナルステップ
Reminder: If selecting 'YES' on 'Store Sample plate off-deck after use', user interaction will be required 10 minutes after starting the run. Click 'Next Page' to proceed.
Select if you would like to maintain the standard LSK volumes and timers as recommended by ONT and click on 'Next page' to proceed.
Note: Please note only the ONT recommended settings have been verified.
重要
We highly recommend using default settings developed by Oxford Nanopore Technologies.
Only personalise run settings if you are an experienced user. Any deviations from the default settings have not been qualified and are done at the operators risk.
オプショナルステップ
If using personalised volume and timer inputs:
- Select 'No' under 'Use standard volume and timers'.
Note: All categories will be autofilled with the recommended settings. These can be edited for personal requirements.
- Enter the desired reagent volumes for each sample in the 'End-repair' section I and II.
- Enter the desired length for each process in the 'End-repair' section of the protocol.
- Enter the desired reagent volumes for each sample in the 'Adapter ligation' section I and II.
- Enter the desired length for each process in the 'End-repair' section of the protocol.
Review the run variables and click 'Confirm':
Follow the on-screen directions to load the 150 µl filtered tips for the Multichannel Arm 384/96 onto the worktable:
- The required loading position for each box will flash to indicate where to place the labware.
- Please load full tip boxes only, partially full boxes of filtered tips for the Multichannel Arm 384/96 are currently not supported.
- Click 'Approve' after each addition of labware to proceed to the next box.
- After loading all of the required labware, close the front safety shield and click 'Next Page' to proceed.
Follow the on-screen directions to load the 50 µl filtered tips for the Multichannel Arm 384/96 onto the worktable:
- The required loading position for each box will flash to indicate where to place the labware.
- Please load full tip boxes only, partially full boxes of filtered tips for the Multichannel Arm 384/96 are currently not supported.
- Click 'Approve' after each addition of labware to proceed to the next box.
- After loading all of the required labware, close the front safety shield and click 'Next Page' to proceed.
Follow the on-screen directions to load the 1000 µl Flexible Channel Arm filtered tips onto the worktable:
- The required loading position for each box will flash to indicate where to place the labware.
- Partially full boxes are supported for the Flexible Channel Arm filtered tips. However, please ensure the tip box contains the minimum required number of tips as described in the equipment and consumables section of this protocol.
- Click 'Approve' after each addition of labware to proceed to the next box.
Follow the on-screen directions to load the 200 µl Flexible Channel Arm filtered tips onto the worktable:
- The required loading position for each box will flash to indicate where to place the labware.
- Partially full boxes are supported for the Flexible Channel Arm filtered tips. However, please ensure the tip box contains the minimum required number of tips as described in the equipment and consumables section of this protocol.
- Click 'Approve' after each addition of labware to proceed to the next box.
Follow the on-screen directions to load the 50 µl Flexible Channel Arm filtered tips onto the worktable:
- The required loading position for each box will flash to indicate where to place the labware.
- Partially full boxes are supported for the Flexible Channel Arm filtered tips. However, please ensure the tip box contains the minimum required number of tips as described in the equipment and consumables section of this protocol.
- Click 'Approve' after each addition of labware to proceed to the next box.
- After loading all of the required labware, click 'Next Page' to proceed.
Follow the on-screen directions to load the metal lid for ODTC on to the worktable:
- The required loading position will flash to indicate where to place the labware.
- Click 'Approve' after the addition of the metal lid for ODTC to proceed.
Loading the metal lid for ODTC:
Note: Take care to position the metal lid centrally in the recess. Incorrect positioning of the metal lid can lead to run error.
Follow the on-screen directions to load the Waste plate on to the worktable:
- The required loading position will flash to indicate where to place the labware.
- After loading the Waste plate, click 'Next Page'.
Loading the Waste Plate:
Follow the on-screen directions to load the reaction plates onto the worktable:
Incorrect positioning of the reaction plates will result in incorrect sample tracking throughout the run. Please ensure the reaction plates are placed on the worktable in the correct orientation:
For the reaction plate(s) loaded in the 'Hotel': The lettered well markers (A-H) should be positioned towards the back of the worktable and the numbered well markers (1-12) should be positioned facing the right.
For the reaction plate(s) loaded onto the worktable: Follow standard plate orientation, with the lettered well markers (A-H) positioned to the left and the numbered well markers (1-12) positioned to towards the back of the worktable.
__Note:__ We recommend all plates are labelled before placing on the worktable to ensure correct plate tracking.
The required loading position for each plate will flash on the on-screen display to indicate where to place the labware.
Click 'Approve' after each addition of labware to proceed.
After loading all of the required labware, click 'Next Page'.
Follow the on-screen directions to load the Bead plate, the Elution buffer plate and Ethanol plate on to the worktable:
- The required loading position will flash to indicate where to place the labware.
- Click 'Approve' after each addition of labware to proceed.
- After loading all of the required labware, click 'Next Page'.
Note: We recommend all plates are labelled before placing on the worktable to ensure correct plate tracking.
Loading the 'Bead plate':
Loading the 'Elution buffer plate':
Loading the 'Ethanol plate':
Close the front safety shield of the Tecan DreamPrep NGS while you prepare the reaction master mixes off-deck.
Prepare the End-prep (EP) master mix in a 2 ml Sarstedt tube with the following reagents according to the Tecan DreamPrep NGS user interface. Click 'OK' and 'Continue' to proceed.
We recommend master mixes are prepared fresh following the instructions below and loaded onto the workspace as soon as possible for optimal results.
- Ensure the master mix is homogenous by pipette mixing.
- Avoid the introduction of air bubbles while preparing the master mix.
- Avoid leaving droplets on the tube wall.
- Briefly spin down the End-prep (EP) master mix to ensure all the liquid is at the bottom of the Sarstedt tube.
Reagent volumes for all sample numbers:
Reagent | Volume per sample | Volume X8 samples | Volume X24 samples | Volume X48 samples | Volume X96 samples |
---|---|---|---|---|---|
NEBNext FFPE DNA Repair Buffer | 3.5 µl | 36.4 µl | 109.2 µl | 201.6 µl | 369.6 µl |
NEBNext FFPE DNA Repair Mix | 2 µl | 20.8 µl | 62.4 µl | 115.2 µl | 211.2 µl |
Ultra II End-prep reaction buffer | 3.5 µl | 36.4 µl | 109.2 µl | 201.6 µl | 369.6 µl |
Ultra II End-prep enzyme mix | 3 µl | 31.2 µl | 93.6 µl | 172.8 µl | 316.8 µl |
Total | 12 µl | 124.8 µl | 374.4 µl | 691.2 µl | 1267.2 µl |
Note: Reagent volumes will vary in accordance with the number of samples selected for processing (8-96). If processing a different sample input numbers, follow the instructions provided by the on-screen display for the correct reagent volumes. Volumes indicated in the table and the on-screen display will include the necessary dead volume excess.
Prepare the Adapter-ligation (AL) master mix directly into the 2 ml Sarstedt tube(s) with the following reagents according to the Tecan DreamPrep NGS user interface. Click 'OK' and 'Continue' to proceed.
We recommend master mixes are prepared fresh following the instructions below and loaded onto the workspace as soon as possible for optimal results.
- Ensure the master mix is homogenous by pipette mixing.
- Avoid the introduction of air bubbles while preparing the Adapter-ligation (AL) master mix.
- Avoid leaving droplets on the tube wall.
- Briefly spin down the Adapter-ligation (AL) master mix to ensure all the liquid is at the bottom of the Sarstedt tube(s).
Reagent volumes for preparation in each tube for all sample numbers:
Reagent | Volume per sample | Volume X8 samples | Volume X24 samples | Volume X48 samples | Volume X96 samples |
---|---|---|---|---|---|
Number of tubes to prepare | - | 1 | 1 | 2 | 4 |
Ligation Buffer (LNB) | 25 µl | 260 µl | 780 µl | 660 µl | 660 µl |
NEBNext Quick T4 DNA Ligase | 10 µl | 104 µl | 312 µl | 264 µl | 264 µl |
Ligation Adapter (LA) | 5 µl | 52 µl | 156 µl | 132 µl | 132 µl |
Total volume in each tube | - | 416 µl | 1,248 µl | 1,056 µl | 1,056 µl |
Total volume prepared | - | 416 µl | 1,248 µl | 2,112 µl | 4,224 µl |
Note: Reagent volumes will vary in accordance with the number of samples selected for processing (8-96). If processing a different sample input numbers, follow the instructions provided by the on-screen display for the correct reagent volumes and split accordingly across the Sarstedt tube(s). | |||||
Volumes indicated in the table and the on-screen display will include the necessary dead volume excess. |
Load the DNA repair and end-prep master mix and Adapter ligation master mix prepared above in the 2 ml Sarstedt tubes into the required positions in the POGO tube holder by following the on-screen instructions.
- Ensure the master mixes are thoroughly mixed before loading.
- You will need to select each loading position using the Tecan's TouchTools touchscreen display.
- Follow the instructions on the display for each reagent, ensuring the fill volume for each tube is correct.
- Ensure the reagents have been added to all of the required positions before proceeding.
- Click 'Confirm' to proceed.
On-screen abbreviation glossary:
- End-prep master mix – EP
- Adapter ligation master mix – AL
重要
Please ensure the liquid is evenly distributed across the troughs.
Gently tilt liquid in the trough backwards and forward a few times to generate a wet surface and allow the full volume to be evenly distributed.
Uneven distribution of the volume in the trough can be detrimental to the run.
ヒント
Trough mounts and loading:
Trough mount sites:
Trough loading:
For the 100 ml troughs, dispense the required reagent volume directly into the trough and load on the the worktable. The 100 ml trough use will be reflected on the screen display with the following image:
For the 25 ml troughs, dispense the required reagent volume into the trough. You will then need to insert the 25 ml trough into a 100 ml trough to act as a holder or use a re-useable metal insert (for more information on additional equipment contact your Tecan representative). The modified 25 ml trough containing the reagent will then be loaded into the worktable. This input will be reflected on the screen display with the following image:
重要
使用するウォッシュバッファー(LFBまたはSFB)に応じて、アダプターライゲーション後のクリーンアップステップは、3 kb以上のDNAの断片を濃縮するか、全ての断片長を均等に精製するように設計されています。
- 3kb以上のDNA断片を濃縮するには、Long Fragment Buffer (LFB)を使用してください。
- 一方であらゆるサイズの DNA 断片を保持するには、Short Fragment Buffer (SFB) を使用してください。
Load the troughs with their relevant reagents into the worktable by following the on-screen instructions.
- Ensure all the reagents have been thoroughly mixed by vortexing before dispensing into the troughs.
- The required loading position will flash to indicate where to insert the trough.
- Click 'Approve' after each addition to proceed.
- After loading all of the troughs, click 'Next Page'.
__Note:__ Follow the on-screen instructions for the reagent fill volume and the required trough to use.
- Site 2: Trough with fresh 80% ethanol.
- Site 3: Trough with AMPure XP Beads.
- Site 5: Trough with Long Fragment Buffer (LFB) or Short Fragment Buffer (SFB), depending on use.
- Site 6: Trough with Elution Buffer (EB).
- Site 7: Trough with nuclease-free water.
Close the front safety shield of the Tecan DreamPrep NGS while you prepare the sample plate off-deck.
Follow the on-screen directions to load the sample plate on to the worktable:
- Quantify your sample input using a Qubit fluorometer (or equivalent).
- Per sample, transfer 1 μg (or 100-200 fmol) of input DNA into a well of the input plate.
- Adjust the volume to 60 μl with nuclease-free water.
- Mix thoroughly by pipetting.
- Spin down briefly in a microfuge.
- The required loading position will flash to indicate where to place the labware.
- Click 'Approve' after the addition of labware to proceed.
- After loading all of the required labware, click 'Next Page'.
オプショナルステップ
If removing the sample plate for off-deck storage, user interaction is required approximately 10 minutes after starting the run.
Close the front safety shield of the Tecan DreamPrep NGS before starting your run and click 'Continue'.
Click 'Confirm' and 'Continue' to start the automated library preparation.
ヒント
Once the run has finished on the Tecan DreamPrep NGS remove your elution plate as soon as possible from the worktable to avoid evaporation.
We do not recommend running the liquid handling robot overnight as leaving the eluted library plate unsealed can lead to evaporation of the library product.
Please refer to the 'Timings' table found in the overview of the protocol for guidance.
Remove the plate containing the eluted libraries from the Tecan DreamPrep NGS deck.
Quantify 1 µl of each eluted sample from the output plate using a Qubit fluorometer plate reader off deck.
最終ステップ
Seal the plate and store on ice until ready to prepare the library/libraries and load onto the flow cell.
We do not recommend running the liquid handling robot overnight as the plate must be sealed and stored on ice as soon as library preparation is finished.
DNA ライブラリーの断片サイズに応じて、最終ライブラリーを 32 µl のElution Buffer(EB)で調製します。
フラグメントライブラリーの長さ | フローセルへのロード量 |
---|---|
非常に短い(<1 kb) | 100 fmol |
短い (1-10 kb) | 35–50 fmol |
長い (>10 kb) | 300 ng |
注): ライブラリーの収量が推奨入力値以下の場合は、ライブラリー全体をロードしてください。
必要であれば、mass-to-mol計算機 NEB calculatorの使用をお勧めします。
重要
We recommend loading the following amount of prepared library onto the R10.4.1 flow cell:
For high output of simplex data, load 35-50 fmol of final library. This is to ensure high pore occupancy of >95% is reached. How to calculate pore occupancy can be found here.
For duplex data, load 10-20 fmol of final library. Loading more than 20 fmol of DNA can reduce the rate of duplex read capture.
ヒント
Library storage recommendations
We recommend storing libraries at 4°C for short term storage or repeated use, for example, re-loading flow cells between washes. For single use and long term storage of more than 3 months, we recommend storing libraries at -80°C. For further information, please refer to the Library Stability Know-How document.
5. PromethIONフローセルのプライミングとローディング
材料
- Sequencing Buffer (SB)
- Library Beads (LIB)
- Library Solution (LIS)
- Flow Cell Tether (FCT)
- Flow Cell Flush (FCF)
消耗品
- PromethION Flow Cell
- 1.5 ml Eppendorf DNA LoBind tubes
装置
- PromethION device
- PromethION Flow Cell Light Shield
- P1000 pipette and tips
- P200 pipette and tips
- P20 pipette and tips
重要
This kit is only compatible with R10.4.1 flow cells (FLO-PRO114M).
Sequencing Buffer(SB)、Library Beads(LIB)またはLibrary Solution(LISを使用する場合のみ)、Flow Cell Tether(FCT)およびFlow Cell Flush(FCF)を室温で融解してから、ボルテックスで混合します。その後、スピンダウンして氷上で保存します。
フローセルプライミングミックスを調製するには、フローセルテザー(FCT)とフローセルフラッシュ(FCF)を以下の指示通りに混合してください。その後に、室温でボルテックスして混合してください。
注) 現在、使い捨てチューブを使用したキットをボトル型にフォーマット変更中です。ご使用のキットのフォーマットに従ってください。
シングルユースチューブの場合: 30μlのFlow Cell Tether(FCT)をFlow Cell Flush(FCF)チューブに直接加えてください。
ボトルフォーマットの場合: フローセルの数に適したチューブに、以下の試薬を入れてくださいs:
試薬 | フローセルあたりの容量 |
---|---|
Flow Cell Flush (FCF) | 1,170 µl |
Flow Cell Tether (FCT) | 30 µl |
合計 | 1,200 µl |
重要
冷蔵庫からフローセルを取り出した後にフローセルが室温に戻るまで20分待ってからPromethIONに差し込んでください。湿度の高い環境ではフローセルに結露が生じることがあります。フローセルの上面と下面にある金色のコネクターピンに結露がないかを点検し、結露が確認された場合はリントフリーのウェットティッシュで拭き取ってください。フローセル下面にヒートパッド(黒いパッド)があることを確認してください。
PromethION 2 Soloの場合、フローセルは以下のようにセットします
フローセルを金属プレートの上に平らに置きます。
フローセルを、金色のピンまたは緑色の基板が見えなくなるまでドッキングポートにスライドさせます。
PromethION 24/48 の場合は、フローセルをドッキングポートにセットします
- フローセルとコネクターを水平および垂直に並べてから、所定の位置にスムーズに挿入してください。
- フローセルをしっかりと押し下げ、ラッチがかみ合い、カチッと音がして所定の位置に収まることを確認します。
重要
フローセルを誤った角度で挿入すると、PromethIONのピンが損傷し、シーケンス結果に影響を及ぼす可能性があります。PromethIONのピンが損傷している場合は、support@nanoporetech.com までご連絡ください。
インレットポートカバーを時計回りにスライドさせて開きます。
重要
フローセルからバッファーを引き上げる際には注意してください。20~30μl以上は除去せず、ポアのアレイ全体が常にバッファーで覆われていることを確認して下さい。アレイに気泡が入ると、ポアに不可逆的なダメージを与える可能性があります。
インレットポートを開けた後、少量ずつ引き戻して気泡を取り除きます:
- P1000ピペットチップを200µlにセットします。
- チップをインレットポートに挿入します。
- ダイヤルが220~230µlを示すまで、またはピペットチップに少量のバッファ ーが入るのが確認できるまで、ホイールを回します。
気泡が入らないように、500 µl のプライミングミックスをインレットポートからフローセルに注入し、5分間待ちます。この間に、プロトコールの次のステップでライブラリーをロードする準備をしてください。
Library Beads(LIB)の液をピペッティングすることで十分に混合して下さい。
重要
Library Beads(LIB)チューブにはビーズの懸濁液が入っています。これらのビーズはすぐに沈殿するので、使用直前に混合することが重要です。
ほとんどのシーケンス実験にはLibrary Beads (LIB)の使用を推奨します。しかし、より粘性の高いライブラリーにはLibrary Solution(LIS)を使ってください。
新しい1.5mlのEppendorf DNA LoBindチューブに、以下のようにしてライブラリーをロードする準備をしてください
試薬 | フローセルあたりの容量 |
---|---|
Sequencing Buffer (SB) | 100 µl |
Library Beads (LIB) thoroughly mixed before use, or Library Solution (LIS) | 68 µl |
DNA library | 32 µl |
合計 | 200 µl |
注) アレイカバレッジを向上させるため、ライブラリーのローディング量を増やしました。
500μlのプライミングミックスをインレットポートにゆっくりと注入し、フローセルのプライミングを完了します。
調製したライブラリーは、ロードする直前にピペッティング混合して下さい。
P1000ピペットを使用して、インレットポートに200µlのライブラリーを注入します。
インレットポートを密閉するためにバルブを閉じます。
重要
最適なシークエンス出力を得るために、ライブラリーがロードされたすぐにライトシールドをフローセルに取り付けてください。
ライブラリーがフローセル上にある状態では(ウォッシングやリロードのステップを含める)、フローセルにライトシールドを付けたままにしておくことを推奨します。ライトシールドは、ライブラリーがフローセルから除去された時点で取り外すことができます。
ライトシールドがフローセルから取り外されている場合は、以下のようにライトシールドを取り付けます
- ライトシールドとインレットポートをフローセルのインレットポートカバーに合わせます。ライトシールドの前縁をフローセルIDの上に位置するようにします。
- ライトシールドをインレットポートカバーの周囲にしっかりと押し付けます。インレットポートクリップがインレットポートカバーの下にカチッとはまるようになっています。
最終ステップ
MinKNOWでシーケンスランを開始する準備ができたら、PromethIONの蓋を閉めてください。
フローセルをPromethIONにロードした後、実験を開始する前に最低10分間待ちます。この待ち時間があることで、よりシーケンス出力が向上します。
6. Unloading the Tecan DreamPrep NGS worktable
消耗品
- Low-lint scientific wipes (e.g. Kimberly-Clark™, cat # 7552 or equivalent)
- Double distilled water (ddH2O) (e.g. ThermoFisher, cat # 11983084)
- Freshly prepared ≥80% ethanol in nuclease-free or double distilled water, for cleaning
- ~10% Bleach (or equivalent): Thermo Scientific Alfa Aesar Sodium hypochlorite, 11-15% available chlorine, (e.g. ThermoFisher, cat # 15429019)
重要
Please ensure you have removed the plate containing your eluted sample libraries and stored it appropriately before unloading the rest of the worktable.
Empty the tip waste container.
Dispose of the used tips in an appropriate container.
Remove all the remaining plates from the worktable and hotel sites, and discard accordingly.
Remove the disposable 25 ml and 100 ml troughs from the trough mounting sites, and discard accordingly.
Note: Take care not to spill any residual liquid waste when removing from the worktable.
Remove the Sarstedt tubes from the POGO tube holder, and discard accordingly.
Clean the Bio-Rad™ Arched Auto-Sealing Lid:
- Wipe the lid with 10% bleach
- Thoroughly rinse the bleach off the lid using ≥80% ethanol or double distilled water (ddH2O) and lint-free wipes
- Allow the lid to air dry
Remove and/or restock the tip boxes on the worktable:
- Remove all Flexible Channel Arm (FCA) hanging tip trays from the FCA standard tip carriers, and discard accordingly.
- Remove all empty MultiChannel Arm (MCA) tip boxes from the worktable and discard accordingly.
- For partially used tip boxes, consider restacking the box with the appropriate tips for the next run.
Note: The MultiChannel Arm (MCA) tip boxes must be fully stacked. Failure to fully stack the MCA tip boxes can result in run error.
In cases where spillage has occurred during the automated library preparation, wipe the worktable surface using ≥80% ethanol.
最終ステップ
Conclude all open dialogues on the TouchTools screen.
7. データ収集とベースコール
シークエンスの始め方
フローセルをロードしたら、MinKNOWでシーケンスランを開始します。MinKNOWは、デバイス、データ収集、リアルタイムベースコールを制御するシーケンスソフトウェアです。MinKNOWのセットアップと使用に関する詳細情報は、[MinKNOWプロトコル] MinKNOW protocolをご覧ください。
MinKNOWは、複数の方法でシーケンスに使用し、設定することができます:
- シーケンシングデバイスに直接またはリモートで接続されたコンピューター
- GridIONまたはPromethION 24/48シーケンス装置上
シーケンシングデバイス上でのMinKNOWの使用に関する詳細は、デバイスのユーザーマニュアルをご覧ください:
MinKNOWでシーケンスランを開始するには:
1. スタートページに移動し、_Start sequencing. をクリックしてください。
2. 名前、フローセルの位置、サンプルIDなど、実験の詳細を入力する。
3. Kitページで sequencing kit used in the library preparation を選択する。
4. Run configurationタブで、シーケンスラン用のシーケンスパラメータと出力パラメータを設定するか、デフォルト設定のままにする。
注): シーケンスランのセットアップ時にベースコールがオフになっている場合、ベースコールはMinKNOWでポストランに実行できます。詳細については、[MinKNOWプロトコル] MinKNOW protocol を参照してください。
5. Start をクリックしてシーケンスランを開始します。
デュプレックスベースコール
Kit 14chemistryはデュプレックスベースコールを改良しました。デュプレックスベースコールデータは、MinKNOWでシンプレックスベースコールを行った後に、 Dorado で再ベースコールを行うことで得られます。
シンプレックスおよび、デュプレックスのベースコールに関するシークエスランのセットアップの詳細については、Kit 14 sequencing and duplex basecalling とデュプレックスベースコールの情報シートをご覧ください.
(注: Doradoを使用する場合、メモリを最大限Doradoで使用するために、他のベースコールを停止することを推奨しています。ベースコールはDoradoが終了すればMinKNOWのGUIで停止や再開することができます。
シークエンシング後のデータ解析
MinKNOWでシークエンスが終わると、フローセルを再利用または返却ができます。詳しくは、フローセルの再利用と返却のセクションをご覧ください。
シークエンシングとベースコールの後にはデータを解析することができます。 ベースコールおよびベースコール後の解析オプションの詳細については、Data Analysis を参照してください。
ダウンストリーム解析セクションでは、データを解析するためのオプションの概要を説明しています。
8. フローセルの再利用と返却
材料
- Flow Cell Wash Kit (EXP-WSH004)
シークエンス実験終了後、フローセルを再利用する場合は、Flow Cell Wash Kitのプロトコールに従い、洗浄したフローセルを2~8℃で保管してください。
Flow Cell Wash Kit protocolは、Nanoporeコミュニティーで入手できます。
ヒント
運転を停止したらできるだけ早くフローセルをウォッシュすることをお勧めします。しかし、これが不可能な場合はフローセルをデバイスに入れたまま、翌日にウォッシュをして下さい。
または、返送手順に従って、オックスフォード・ナノポアに返送してください。
フローセルの返却方法は hereをご覧ください。
(注: 製品を返却する前に、すべてのフローセルを脱イオン水で洗浄する必要があります。
重要
シークエンシング実験に関して問題が発生した場合や質問がある場合には、このプロトコルのオンライン版にあるトラブルシューティングガイドを参照してください。
9. ダウンストリーム解析
ベースコール後の分析
ベースコールされたデータをさらに解析するには、いくつかの方法があります。
1. EPI2ME workflows
詳細なデータ解析のために、オックスフォード・ナノポア・テクノロジーズは、EPI2MEで利用可能な様々なバイオインフォマティクスのチュートリアルとワークフローを提供しています。このプラットフォームでは、研究チームとアプリケーションチームがGitHubに保存しているワークフローを記載しています。このプラットフォーム内にはバイオインフォマティクスのコードと説明をしているコメント、およびサンプルデータを使ってコードを試すことが出来ます。
2. 研究分析ツール
Oxford Nanopore Technologiesの研究部門では、Oxford Nanopore GitHub repositoryで多数の分析ツールを公開しています。これらのツールは上級ユーザー向けであり、ソフトウェアのインストールと実行方法の説明が含まれています。これらのツールは最低限のサポートしかしていません。
3. コミュニティーで開発されたツール
研究課題に適したデータ解析方法が上記のリソースのいずれにも記載されていない場合は、 resource centre を参照し、アプリケーションに適したバイオインフォマティクスツールを検索してください。 Nanoporeコミュニティーの多くのメンバーが、 ナノポアシークエンシングデータを解析するための独自のツールやパイプラインを開発しており、そのほとんどはGitHubで利用可能です。これらのツールはOxford Nanopore Technologiesではサポート対象外であり、最新のケミストリーやソフトウェア構成との互換性を保証するものではありませんのでご了承ください。
10. Issues during automation of library preparation
Please contact your local Tecan Helpdesk and/or Nanopore FAS if you have any issues.
Your Tecan Helpdesk can be located via the following link: https://www.tecan.com/contact-us
11. Issues during the sequencing run
以下は、最もよく起こる問題のリストであり、いくつかの原因と解決策が提案されています。
Nanopore Community Support セクションにFAQをご用意しています。
ご提案された解決策を試しても問題が解決しない場合は、テクニカルサポートに電子メール (support@nanoporetech.com)または LiveChat in the Nanopore Communityでご連絡ください。
シークエンス開始時のポアがフローセルチェック後よりも少ない場合
問題点 | 予想される原因 | 解決策とコメント |
---|---|---|
MinKNOWのフローセルチェックで確認されたポアの数より、シークエンシング開始時のポア数が少なく表示された。 | ナノポアアレイに気泡が入ってしまった。 | フローセルチェックをした後、フローセルをプライミングする前に、プライミングポート付近の気泡を取り除くことが必要です。 気泡を取り除かないと、気泡がナノポアアレイに移動し、空気に触れたたナノポアが不可逆的なダメージを負った可能性がある。これを防ぐための最適な方法が、 this videoで紹介されています。 |
MinKNOWのフローセルチェックで確認されたポアの数より、シークエンシング開始時のポア数が少なく表示された。 | フローセルがデバイスに正しく挿入されていない。 | シークエンスランを停止し、フローセルをシークエンス装置から取り出します。次に再度フローセルを挿入し、装置にしっかりと固定され、目標温度に達していることを確認します。GridIONやPromethIONの場合は別のフローセルの位置をお試しください。 |
MinKNOWのフローセルチェックで確認されたポアの数より、シークエンシング開始時のポア数が少なく表示された。 | ライブラリー内の汚染物質がポアを失活させたり塞いだりしている。 | フローセルチェックの際のポア数は、フローセル保存バッファー中のQC用のDNA分子を用いて計測されます。シークエンシングの開始時は、ライブラリ自体を使用してアクティブなポア数を推定します。このため、フローセルチェックとRun開始時のポア数は、約10%程度の変動が起こります。シークエンシング開始時に報告されたポアの数が大幅に減少している場合は、ライブラリー中の汚染物質がメンブレンを損傷していたり、ポアをブロックしている可能性があります。インプット材料の純度を向上させるために、別のDNA/RNA抽出または精製方法が必要となる場合があります。コンタミネーションの影響は、Contaminants Know-how pieceを参照にして下さい。夾雑物を除去するために別の抽出方法extraction method をお試しください。 |
MinKNOWのスクリプトに問題
問題点 | この問題が生じた可能性のある原因 | 解決策とコメント |
---|---|---|
MinKNOW に 「Script failed」と表示されている" | コンピューターを再起動し、MinKNOWを再起動します。問題が解決しない場合は MinKNOW log files MinKNOWログファイルを収集し 、テクニカルサポートにご連絡ください。他のシークエンシングデバイスをお持ちでない場合は、 フローセルとロードしたライブラリーを4℃で保管することをお勧めします。詳細な保管方法については、テクニカルサポートにお問い合わせください。 |
Pore occupancy below 40%
Observation | Possible cause | Comments and actions |
---|---|---|
Pore occupancy <40% | Not enough library was loaded on the flow cell | Ensure you load the recommended amount of good quality library in the relevant library prep protocol onto your flow cell. Please quantify the library before loading and calculate mols using tools like the Promega Biomath Calculator, choosing "dsDNA: µg to pmol" |
Pore occupancy close to 0 | The Ligation Sequencing Kit was used, and sequencing adapters did not ligate to the DNA | Make sure to use the NEBNext Quick Ligation Module (E6056) and Oxford Nanopore Technologies Ligation Buffer (LNB, provided in the sequencing kit) at the sequencing adapter ligation step, and use the correct amount of each reagent. A Lambda control library can be prepared to test the integrity of the third-party reagents. |
Pore occupancy close to 0 | The Ligation Sequencing Kit was used, and ethanol was used instead of LFB or SFB at the wash step after sequencing adapter ligation | Ethanol can denature the motor protein on the sequencing adapters. Make sure the LFB or SFB buffer was used after ligation of sequencing adapters. |
Pore occupancy close to 0 | No tether on the flow cell | Tethers are adding during flow cell priming (FLT/FCT tube). Make sure FLT/FCT was added to FB/FCF before priming. |
予想より短いリード長
問題点 | 予想される原因 | 解決策とコメント |
---|---|---|
予想より短いリード長 | DNAサンプルの不要な断片化 | 読み取り長はサンプルDNA断片の長さを反映します。サンプルDNAは、抽出およびライブラリー調製中の操作で断片化した可能性があります。 1. 抽出の最適な方法については、Extraction Methods の抽出方法を参照してください。 2. ライブラリー調製に進む前に、アガロースゲル電気泳動で、サンプルDNAのフラグメント長の分布を確認してください。 上の画像では、サンプル1は高分子量ですが、サンプル2は断片化されています。 3. ライブラリー調製中は、試薬を混合するためのピペッティングやボルテックス操作は、プロトコルで指示がないかぎり行わないでください。 |
利用できないポアの割合が多い場合
問題点 | 予想される原因 | 解決策とコメント |
---|---|---|
利用できないポアの割合が大きい(チャンネルパネルとポアのアクティブポートで青く表示されています) 上のアクティブなポアの図は、時間の経過とともに「利用できない」ポアの割合が増加していることを示しています。 | サンプル内に不純物が含まれている | 一部のポアに吸着する不純物は、MinKNOWに組み込まれたポアのブロック解除機能によって、ポアから除去することができます。 このステップが完了すると、ポアの状態が「sequencing pore」に戻ります。利用できないポアの部分が多いか、増加した場合: 1.Flow Cell Wash Kit nuclease flush using the Flow Cell Wash Kit (EXP-WSH004) を用いて、ヌクレアーゼ洗浄を 行うことができます。又は 2. PCRを数サイクル実行してサンプルDNAの量を増やし、サンプルDNAに含まれる問題の不純物が相対的に減る(希釈される)ようにします。 |
Inactiveのポアの割合が高い
問題点 | 予想される原因 | 解決策とコメント |
---|---|---|
利用できない(inactive/unavailable)ポアの割合が高い(チャネルパネルとポアアクティブポートでは水色で表示されています)ポアまたは膜に損傷が起きてしまった。 | 気泡がフローセルに混入した。 | フローセルのプライミングやライブラリーのロードで気泡が入ると、ポアに不可逆的なダメージを与える可能性があります。 推奨の操作方法については、Priming and loading your flow cell のビデオをご覧ください。 |
利用できないポアの割合が多い場合 | サンプルDNAに含まれる不純物 | 既知の化合物問題で、サンプルDNAに多糖類が含まれた事で、植物のゲノムDNAと結合しポアをブロックした。 1. 植物葉DNA抽出法 Plant leaf DNA extraction methodをご参照ください。 2. QIAGEN PowerClean Pro キットを使用してクリーンアップして下さい。 3. QIAGEN REPLI-g kit.キットを使用して、元のgDNAサンプルで全ゲノム増幅を実行します。 |
利用できないポアの割合が多い場合 | サンプル内に不純物が含まれている | 不純物の影響は、 Contaminants の ノウハウを参照して下さい。 サンプルDNAに不純物を残留させないために別の抽出方法をお試しください。 |
Reduction in sequencing speed and q-score later into the run
Observation | Possible cause | Comments and actions |
---|---|---|
Reduction in sequencing speed and q-score later into the run | For Kit 9 chemistry (e.g. SQK-LSK109), fast fuel consumption is typically seen when the flow cell is overloaded with library (please see the appropriate protocol for your DNA library to see the recommendation). | Add more fuel to the flow cell by following the instructions in the MinKNOW protocol. In future experiments, load lower amounts of library to the flow cell. |
温度変動
問題点 | 予想される原因 | 解決策とコメント |
---|---|---|
温度変動 | フローセルとデバイスの接続が途切れている。 | フローセルの背面にある金属プレートを覆っているヒートパッドがあることを確認してください。 フローセルを再度挿入し、コネクターピンがデバイスにしっかりと接触していることを確認するために軽く押してください。問題が解決しない場合は、テクニカルサービスにご連絡してください。 |
目標温度に到達しない場合
問題点 | 予想される原因 | 解決策とコメント |
---|---|---|
MinKNOWが "Failed to reach target temperature "(目標温度に達しなかった)と表示する。" | 装置が通常の室温より低い場所、または風通しの悪い場所(排気が出来ない場所)に置かれた時にフローセルが過熱してします。 | MinKNOWでは、フローセルが目標温度に到達するまでの既定の時間枠があります。時間枠を超えると、エラーメッセージが表示され、シークエンシング実験が続行されます。しかし、不適切な温度でシークエンスを行うと、スループットが低下し、qスコアが低下する可能性があります。シークエンシングデバイスが風通しの良い室温に置かれていることを確認して、MinKNOW再スタートしてください。MinION Mk 1Bの温度制御の詳細については、FAQ を参照してください。 |
Guppy – no input .fast5 was found or basecalled
Observation | Possible cause | Comments and actions |
---|---|---|
No input .fast5 was found or basecalled | input_path did not point to the .fast5 file location | The --input_path has to be followed by the full file path to the .fast5 files to be basecalled, and the location has to be accessible either locally or remotely through SSH. |
No input .fast5 was found or basecalled | The .fast5 files were in a subfolder at the input_path location | To allow Guppy to look into subfolders, add the --recursive flag to the command |
Guppy – no Pass or Fail folders were generated after basecalling
Observation | Possible cause | Comments and actions |
---|---|---|
No Pass or Fail folders were generated after basecalling | The --qscore_filtering flag was not included in the command | The --qscore_filtering flag enables filtering of reads into Pass and Fail folders inside the output folder, based on their strand q-score. When performing live basecalling in MinKNOW, a q-score of 7 (corresponding to a basecall accuracy of ~80%) is used to separate reads into Pass and Fail folders. |
Guppy – unusually slow processing on a GPU computer
Observation | Possible cause | Comments and actions |
---|---|---|
Unusually slow processing on a GPU computer | The --device flag wasn't included in the command | The --device flag specifies a GPU device to use for accelerate basecalling. If not included in the command, GPU will not be used. GPUs are counted from zero. An example is --device cuda:0 cuda:1, when 2 GPUs are specified to use by the Guppy command. |
12. This protocol is for Research Use Only. Not for use in diagnostic procedures.
重要
Tecan Group Ltd. disclaimer
Tecan and DreamPrep are registered trademarks of Tecan Group Ltd., Männedorf, Switzerland. Flexible Channel Arm and MultiChannel Arm are trademarks of Tecan Group Ltd., Männedorf, Switzerland.
Tecan Group Ltd. makes every effort to include accurate and up-to-date information within this publication; however, it is possible that omissions or errors might have occurred. Tecan Group Ltd. cannot, therefore, make any representations or warranties, expressed or implied, as to the accuracy or completeness of the information provided in this publication. Changes in this publication can be made at any time without notice.
For technical details and detailed procedures of the specifications provided in this document please contact your Tecan representative.
In addition, this brochure may contain reference to applications and products which are not available in all markets.
For more information, please check with your Tecan local sales representative.